::::: GESTIÓN VETERINARIA PORCINA :::::

Orquitis

El orígen de la EO es diverso, ya que se puede producir vía transmisión sexual, de cerdas con infecciones en el tracto urogenital, vía intracanalicular, por infecciones del tracto urinario que ascienden hacia el testículo (Corynebacterium, E.coli, Estreptococos, estafilococos), o vía hematógena con la llegada de microorganismos causantes de enfermedades sistémicas que afectan también al testículo y al epidídimo (Brucelosis, Leptospirosis, Clamidiasis, Toxoplasmosis, Tuberculosis, Aujeszky, Encefalitis B).

Los síntomas de la EO aguda son tumefacción y enrojecimiento de la zona con dolor a la palpación y frecuentemente fiebre y pérdida de líbido. Las alteraciones en el eyaculado van desde oligospermia (baja concentración espermática) o azoospermia (ausencia de espermatozoides) hasta necrospermia (espermatozoides muertos), piospermia (presencia de leucocitos en el eyaculado), bacterias, sangre y espermatozoides con morfoanomalías. Si el proceso es subagudo o crónico no se observan todos estos síntomas. Se producen alteraciones en el eyaculado y con el tiempo el testículo se atrofia y endurece.

Los microorganismos más frecuentemente implicados son Brucella suis, Corynebacterium pyogenes, estreptococos, estafilococos y colibacilos. También se han descrito casos de orquitis tuberculosa.

La destrucción de parte o todo el epitelio y la obstrucción de los túbulos seminíferos debido a la inflamación son los causantes de las alteraciones del eyaculado y la infertilidad.

Según la duración y la intensidad del proceso la función espermatogénica será o no recuperable. El diagnóstico debe apoyarse en los síntomas descritos. Para realizar un diagnóstico diferencial de la causa del proceso realizaremos una o varias de estas pruebas: análisis de orina (presencia de leucocitos en el sedimento y cultivo con antibiograma), contrastación seminal y cultivo del semen con antibiograma, análisis de anticuerpos en suero sanguíneo contra brucelas, clamidias, toxoplasmas, leptospiras (según síntomas), cultivo e inmunodiagnóstico de hisopos cervicales en cerdas si el verraco realiza monta natural.

Si la causa es la brucelosis o la tuberculosis el verraco debe ser sacrificado. La presencia de leptospirosis en verracos también hace aconsejable el sacrificio. Si la infección ha sido causada por corynebacterias, estreptos, estafilos o coliformes se puede tratar con antibióticos de amplio espectro según los resultados del antibiograma en orina y/o semen y con antiinflamatorios no esteroides. Si el epitelio de los túbulos seminíferos no se ha dañado mucho durante el proceso, la función espermatogénica puede recuperarse, y el verraco podría producir de nuevo un eyaculado normal.

Bibliografía:

- Enfermedades del cerdo. Neudorf y Seidel 1974.

- Reproducción de los animales domésticos. Derivaux 1976.

- Male reproduction. Martinez y Regadera 1998.

- Encyclopedia of Reproduction. Knobil y Neill 1998.

- Diseases of Swine. Straw, D'Allaire, Mengeling, Taylor.

Entrenamiento del verraco

1.- Factores que influyen en el inicio de la pubertad

Antes de comenzar el entrenamiento para el salto sobre el potro, hay que tener en cuenta el estado de desarrollo y la edad del verraco, como principales factores que influyen en el comienzo de la pubertad, cuando se inicia su capacidad para producir espermatozoides fecundantes. En general, sobre los 6 meses de edad, podemos conseguir que los machos suban al potro, aunque influirá la líbido que posean, variando este aspecto entre las diferentes razas. La crianza de los verracos junto con hembras permite un correcto desarrollo de la líbido.

2.- Alojamiento y relación con otros verracos

Debemos elegir el alojamiento más adecuado en cuanto a temperatura, humedad, ventilación y condiciones de manejo que tengamos. Así, el suelo de paja es idóneo cuando esta tiene una altura de 40 cm, pero requiere más trabajo para cambiarla. Si se utiliza slat, las costillas serán tan anchas y antideslizantes como para garantizar el bienestar del animal. El suelo debe mantenerse limpio y seco, lo que minimizará el riesgo de infecciones y caídas. Las separaciones entre verraqueras a base de rejas permiten que los verracos se vean, huelan y oigan unos a otros, lo que favorece su estimulación.

3.- Estimulación

Para tener buenos resultados en el entrenamiento para el salto al potro es muy importante la estimulación. Además del contacto entre los verracos en los alojamientos, es muy útil sacar al verraco de su alojamiento y pasearlo delante de los demás verracos.
El entrenamiento debe comenzar entre los 5 y 6 meses de edad, todos los días, mañana y tarde de 10 a 15 minutos, con un potro móvil colocado en la verraquera. Será impregnado con orina de cerda en celo o semen de otro verraco. El técnico encargado de este cometido debería ser siempre el mismo. El potro debe moverse imitando los movimientos de la cerda en celo de forma que cuando el verraco lo golpee con el hocico el potro debe pararse imitando el reflejo de inmovilidad que se produce en las cerdas. Si es necesario se puede utilizar una cerda en celo. La recogida se realizará sin prisas, permitiendo al verraco completar la eyaculación que puede durar desde 5 hasta 20 minutos. Durante todo este tiempo debe mantenerse la presión de la mano sobre el glande, ya que de lo contrario la eyaculación se interrumpiría. Hay que tener en cuenta la forma sigmoidea del pene, que se deshace en el exterior, por lo que hay que acompañar el movimiento del pene y nunca forzar su extracción.

4.- Lugar de entrenamiento

Normalmente, un verraco con buena líbido comenzará a saltar sobre el potro al cabo de 1 semana. Después de haber realizado 3 ó 4 recogidas de semen en su verraquera con el potro móvil, se pasa a la sala de recogida con un potro fijo. El potro móvil debe tener una base en forma de pirámide truncada para evitar la caída en el momento de la monta. La sala de recogida será un recinto tranquilo sin otras distracciones para el verraco. El suelo será antideslizante y fácil de limpiar y desinfectar. A partir de este momento se recogerá semen a un ritmo de 1 vez por semana, para pasar progresivamente a 3 saltos cada 2 semanas con la edad de 1 año.

Síndrome de la cerda sucia

Las descargas vaginales no fisiológicas en la cerda pueden ser de origen urinario o genital. El Síndrome de la Cerda Sucia se caracteriza por la aparición de descargas de origen genital, relacionadas en el tiempo o bien con el parto (descargas puerperales o postparto) o bien con el ciclo estral (descargas postservicio). Las diferenciamos de las descargas de origen urinario (cistitis, pielonefritis) porque estas se producen en cualquier momento sin relación con el ciclo estral.

Tanto las descargas postparto como las producidas 14-21 días postservicio son síntoma de la instauración de un proceso de metritis o endometritis originadas por la entrada de gérmenes al útero durante el parto, la cubrición o la inseminación. La flora bacteriana normal de la vagina mas las bacterias de origen fecal del propio animal, del medio ambiente, las manos del técnico que realiza la inseminación, penetran en el útero y provocan la infección, facilitada si además hay una situación de disminución de defensas en el propio animal.

La cerda infectada durante el parto presentará descargas abundantes en el postparto durante varios días. Si no se recupera durante la lactación su fertilidad posterior quedará afectada.

La cerda infectada durante el servicio presentará descargas en el siguiente proestro en el que se evidenciará que no ha quedado gestante. Si no lo supera, seguirá presentando descargas en cada proestro sucesivo.

Así, este Síndrome provoca una disminución de la fertilidad con un aumento del porcentaje de repeticiones por encima del porcentaje normal considerado en cada granja.

Las lactaciones cortas predisponen a su aparición ya que no permiten una involución uterina completa, que dura de forma natural 21 a 28 días. Además, las cerdas con más de 5 partos tienen más facilidad para sufrir este proceso ya que su involución uterina es más lenta y las defensas van disminuyendo con la edad. Las inseminaciones tardías forzadas también pueden ser causa de futuras endometritis.

El tratamiento y control de este problema se basa principalmente en mantener la higiene del medio , evitando los acúmulos de suciedad y humedades donde se alojan los animales: verraqueras, parques de recela, salas de cubrición, gestación y partos; la higiene en el manejo durante la recogida y el procesado del semen, la inseminación y el parto; la eliminación de las cerdas con descargas vaginales y repeticiones a celo; alargar la duración de la lactación el mayor tiempo posible.

Una vez tomadas estas medidas fundamentales se puede reforzar el control con la aplicación de PGF_2α intramuscular de 36 a 48 horas postparto y un tratamiento antibiótico de amplio espectro. No deben practicarse lavados uterinos ya que estos contribuyen a la introducción de la infección.

Obtención del semen

Una vez que el verraco sube al potro o maniquí, en primer lugar debemos vaciar el llamado saco prepucial donde se acumulan restos de orina y semen, siendo una fuente importante de contaminación. Posteriormente, tenemos que permitir que el verraco se excite y comience por sí solo a realizar los movimientos típicos hasta que exterioriza el pene. Acto seguido, le acompañamos en su estimulación, haciendo presión con la mano, adaptando los dedos al tirabuzón. Esta es la parte más sensible, por tanto, hemos de presionar para estimular, pero sin llegar a provocar daño, lo que inhibiría al verraco en su intento de monta.

Para llevar a cabo la obtención del semen, debemos conseguir la exteriorización completa del pene y para ello, hemos de deshacer la curvatura sigmoidea que forma en el interior. Para ello, una vez sujeto el pene, acompañaremos su movimiento, ayudándole a mantenerlo fuera del prepucio, pero siempre con cuidado de no hacerle daño. Una vez que tenemos el pene completamente fuera del prepucio, tan solo debemos mantenerlo firme y estimular de vez en cuando la zona del tirabuzón, para provocar la eyaculación. La posición de la mano es importante a la hora de la obtención del semen, ya que además de realizar de forma adecuada su función, debe evitar el contacto con el semen para no contaminarlo. Para conseguir esto, lo más cómodo es colocar la palma de la mano por encima del tirabuzón, dejando siempre libre el extremo del pene, de manera que el semen caiga directamente en el recipiente donde se recoge sin contactar nunca con la mano. Si colocamos la palma de la mano por debajo, hay más probabilidades de que el semen escurra por ella.

Una vez se encuentra el pene exteriorizado y bien sujeto por la mano enguantada, el verraco comenzará a eyacular. Podemos diferenciar cuatro partes en el eyaculado. La primera, la fracción pre-espermática, es transparente y su función principal es la de lubricar la uretra. Está bastante contaminada y no se recoge. A continuación comienza a eyacular la fracción espermática, de color lechoso. Es la más rica en espermatozoides y es la fracción que debemos recoger para trabajar en inseminación artificial. El verraco eyacula un volumen de unos 300 ml de los que 80 a 150 ml son de fracción espermática. Posteriormente, el verraco eyacula la fracción postespermática, bastante pobre en espermatozoides. Procede de las glándulas accesorias y su misión es proporcionar volumen al eyaculado y nutrientes al espermatozoide. Esta parte del eyaculado es de color grisáceo y más transparente que la fracción espermática. No suele utilizarse para la elaboración de dosis seminales. Evidentemente, aquí se describen una tras otra, pero ambas partes del eyaculado se alternan, teniendo que estar atentos al aspecto y al color según se vaya eyaculando. Durante toda la eyaculación y sobre todo en la parte final, se produce el llamado gel o tapioca. Fisiológicamente tiene la misión de taponar el cuello uterino y evitar que el excesivo volumen eyaculado durante la monta natural, refluya y se pierda. Al ser gelatinoso, si entra en contacto con los espermatozoides, estos se aglutinan entre sí, por lo que en el recipiente donde se recoge el eyaculado, debe estar protegido por una gasa y hacer de filtro. En realidad, este gel, puede ir eyaculándolo a lo largo de todo el proceso, teniendo forma de granos de arroz.

Una vez que el macho finaliza, notamos que el pene se torna flácido y el propio verraco se baja del potro.

MATERIAL DE RECOGIDA

Termo de recogida, para preservar la temperatura a 37ºC

Vaso de precipitados de 300 ml ó bolsa de plástico

Gasa o filtro de papel

Recomendable: Diluyente a 37ºC para colocar en el vaso y evitar aglutinaciones.

Importancia de la temperatura durante la elaboración de dosis seminales de verracos

A través de la membrana plasmática, el espermatozoide se comunica con el exterior, recibiendo señales que le van guiando y estímulos que le conducen hacia la capacitación, estado imprescindible para conseguir la capacidad de fertilización. La integridad de la membrana plasmática es indispensable para que todos estos procesos tengan lugar. Las temperaturas extremas producen daños en otras estructuras del espermatozoide como el acrosoma y las mitocondrias que dan lugar a pérdida de iones, enzimas, ATP, degeneración del ADN. Por todo ello, si pretendemos conservar un espermatozoide mediante una disminución en la temperatura de su medio debemos respetar cuatro normas:

- Las disminuciones y aumentos de temperatura deben ser graduales

- Los periodos en los que el semen esté a una temperatura, evitar oscilaciones de la misma

- Utilizar el medio adecuado para su conservación a 15ºC

- Las temperaturas límite son 15 y 37ºC.

Desde que el eyaculado es recogido a 37ºC hasta que alcanza los 15ºC para su conservación y vuelve finalmente a los 35ºC para su aplicación, vamos a distinguir cuatro fases muy claras en cuanto a los cambios de la temperatura:

- OBTENCIÓN: el eyaculado se recoge a 37ºC en un recipiente a la misma temperatura y se conserva en él hasta su evaluación y dilución. Es aconsejable recoger sobre una cantidad de diluyente, que estará a 37ºC y provoca que el descenso inicial de temperatura sea más lento. El periodo comprendido entre la obtención, la dilución y el comienzo de la disminución de la temperatura debe ser el menor posible. La sala de recogida debe estar a temperatura adecuada y cerca del laboratorio. Si es necesario salir al exterior se utilizará una nevera de transporte.

- LABORATORIO: después de su evaluación, el eyaculado se mezcla con el diluyente elegido que debe estar previamente preparado y a una temperatura de ± 1ºC respecto a la del eyaculado. Para ello tanto el eyaculado como el diluyente estarán colocados en el baño maría a 35ºC. Una vez diluido, se deja a la temperatura ambiente del laboratorio (20-22ºC) durante un mínimo de 2 a 3 horas para que alcance los 20 ºC gradualmente. Luego se introduce en la nevera de 15ºC.

- CONSERVACIÓN: en la nevera de 15ºC las dosis seminales permanecerán un período de tiempo que varía según las necesidades de inseminación y la calidad del eyaculado y del diluyente. La temperatura no debe bajar de 15ºC, lo que debe ser controlado mediante un termómetro de máxima y mínima, colocado en el interior de la nevera de 15ºC.

- APLICACIÓN: en el momento de utilizar las dosis para inseminación, se sacan de la nevera de 15ºC y se meten en un baño maría a temperatura ambiente de laboratorio (20-22ºC). Este se enciende a los 10-15 minutos para alcanzar una temperatura final de 35ºC durante otros 10-15 minutos, de forma que la dosis pase de 15 a 35ºC en al menos 20-30 minutos. Una vez a 35ºC, esta temperatura debe mantenerse sin oscilaciones hasta la aplicación de la dosis, evitando a la vez que permanezca mucho tiempo caliente, ya que los espermatozoides se agotarían.

Es importante recordar que el descenso de temperatura hasta los 15ºC debe ser mucho más lento, ya que llevamos a los espermatozoides hasta una temperatura en contra de su fisiología, a la que la membrana plasmática se endurece y se vuelve más delicada. El calentamiento de la dosis puede ser más rápido, ya que estamos llevando a los espermatozoides de nuevo a su temperatura fisiológica.

Así mismo, la temperatura tiene gran importancia en la valoración de la motilidad del semen. El espermatozoide de verraco alcanza todo su movimiento a los 37ºC, y a los 35ºC el movimiento será inferior. Para determinar si podemos valorar adecuadamente la motilidad debemos introducir un termómetro "bien limpio" directamente en el vaso donde esté el semen. Por otro lado, la platina del microscopio está a la temperatura ambiente del laboratorio, por lo que la valoración debe hacerse al primer golpe de vista. Si se dispone de platina calentable, nos debemos asegurar que esté a 37ºC, por lo que aquellas que contengan un termómetro digital serán más fáciles de controlar.

Transporte de dosis seminales del verraco

La temperatura de conservación del semen de verraco es un factor crítico a la hora de conseguir un óptimo mantenimiento de la calidad seminal hasta el momento de su uso. Los principios que debemos seguir para transportar semen de verraco refrigerado coinciden conlos explicados en el capítulo anterior:

- No debe haber oscilaciones de temperatura durante la conservación ni durante el transporte. A 15ºC, el metabolismo de la célula espermática disminuye, lo que favorece la conservación de la viabilidad por más tiempo.

- Los límites de temperatura aceptables para una buena conservación y recuperación son 15ºC y 37ºC respectivamente.

Por otro lado, la técnica de congelación del semen permite conservar un eyaculado a una temperatura de -196ºC por un tiempo indefinido y transportarlo en contenedores de nitrógeno líquido a cualquier lugar del mundo.

La acción de la luz debe evitarse también durante el transporte, por ser un elemento estimulante del metabolismo del espermatozoide.

La conservación y transporte en anaerobiosis, es decir, eliminando en lo posible el aire de los viales del semen, impide que los espermatozoides utilicen el oxígeno y activen su metabolismo.

El tiempo que podemos tardar en transportar una dosis depende de la técnica utilizada para la conservación. En el caso de la refrigeración a 15ºC el tiempo de conservación depende en gran medida del tipo de diluyente utilizado (corta conservación hasta 3 días y larga conservación hasta 7 días). Si empleamos la técnica de la congelación el tiempo disponible para el transporte se alarga de forma indefinida. Por otro lado, la técnica de diálisis permite conservar el semen sin diluir durante unos días. Consiste en someter al eyaculado a un proceso de intercambio de iones y sales minerales. El eyaculado puro puede ser transportado ocupando además menos espacio que si estuviera diluido.

Los envases utilizados para transportar el semen refrigerado son botellas, blisters y tubos y en el caso de semen congelado se utilizan pajuelas de 0.5 ml o macrotubos de 5 ml.

Los medios que se utilizan para el transporte de dosis seminales van desde las cajas de poliestireno o de cartón rellena de virutas de poliestireno, donde se puede añadir un contenedor de ácido acético glacial, hasta una nevera portátil con o sin conexión al medio de transporte utilizado. En el caso de semen congelado se utilizan contenedores de nitrógeno líquido de diversos tamaños.

En el caso de semen líquido tenemos que hacer dos apartados:

- Semen recién diluido que se va a utilizar a continuación de su recogida dentro de la misma granja. Se utiliza en este caso una nevera portátil para mantener los 35ºC a los que están las dosis recién preparadas.

- Semen conservado a 15ºC que se va a transportar a otras granjas para su uso durante los días siguientes. Si la temperatura externa es alta (verano) es más difícil conservar los 15ºC, por lo que si se utilizan cajas de poliestireno se deben incluir ampollas de ácido acético glacial, que mantiene durante más tiempo esta temperatura ya que congela a 15ºC. En invierno suele ser suficiente utilizar la caja de poliestireno. El uso de una nevera con un mecanismo de control de temperatura conectado al coche garantiza el mantenimiento de la temperatura deseada en cualquier época del año.

Cada dosis de semen debe viajar convenientemente identificada.

Detección del celo en la cerda

La cerda presenta el celo entre los 4 y los 6 días después del destete aunque se puede manifestar entre los 2 y los 7 días postdestete. Su duración media es de 48 a 72 horas, pero se observan celos de 32 a 120 horas de duración. Por regla general, las cerdas que salen antes en celo después del destete tenderán a presentar un celo más largo, y por el contrario las cerdas que tardan más en salir en celo tienden a presentarlo durante un período más corto.

Los síntomas de la salida en celo son la inflamación y enrojecimiento de la vulva, el cambio en la textura del flujo vaginal, un comportamiento más nervioso y sobre todo el reflejo de inmovilidad provocado por la presencia del verraco o por la presión ejercida en el lomo por parte del técnico que realiza la detección. Este reflejo marca claramente el comienzo del período de celo. Su manifestación es máxima en presencia del verraco por el estímulo que produce por vía visual, auditiva, táctil y sobre todo olfativa por medio de feromonas (3-a- androstenol y 5-a-androstenona) producidas en las glándulas submaxilares.

La cerda debe exponerse al verraco a partir del 3º día postdestete, preferiblemente en parques, en grupos de 6 a 8 cerdas por verraco, al menos 1 vez al día, preferiblemente 2, y por un período suficiente para que el verraco pueda examinar a todas.

En el caso de cerdas alojadas en boxes, el verraco irá pasando por delante de las cerdas durante el tiempo suficiente para estimularlas. Es importante procurar que las cerdas estén alojadas lejos de los verracos para que no se produzca un acostumbramiento al estímulo, lo que hará más difícil la detección del celo. Lo ideal es tenerlos en alojamientos separados o al menos a una distancia que evite que las cerdas tengan contacto visual con los verracos.

Los verracos deben tener más de 10 meses de edad, para asegurar una buena producción de feromonas, presentar buena líbido y no ser muy pesados para evitar lesiones en las cerdas. Además es aconsejable que estén vasectomizados. Conviene tener preparados varios verracos ya que algunas cerdas muestran preferencias por unos más que por otros. En el caso de tener parques grandes en los que se desteten más de 8 cerdas, conviene realizar la detección de celo con 2 ó 3 verracos al tiempo, por lo que estos deberán estar hermanados.

El técnico que realice la detección de celo debe conocer la fisiología del proceso para que permita el desarrollo correcto del estímulo, concediendo al verraco el tiempo suficiente para provocar una respuesta clara en la cerda. La paciencia y la suavidad son fundamentales, sobre todo en el caso de las cerdas nulíparas que muestran el celo con mayor dificultad.

La ovulación se produce durante el último tercio del celo. La detección del celo cobra así una gran importancia ya que su correcta realización nos ayudará a calcular mejor el momento de ovulación y permitirá aumentar la probabilidad de realizar las inseminaciones antes de la ovulación y por tanto aumentar la tasa de éxito de las mismas.

Valoración de la motilidad

Generalmente, su valoración se realiza de forma visual a través del microscopio óptico o automática utilizando un aparato que analiza una serie de imágenes tomadas de la muestra y calcula, además de la motilidad global, varios parámetros que definen el movimiento espermático.

La valoración visual consiste en estimar el porcentaje de espermatozoides en movimiento y calificar la calidad del mismo con 0 (sin movimiento), 1 (movimiento sin avance), 2 y 3 (movimientos circulares pequeños y amplios), 4 y 5 (movimientos progresivos lentos y rápidos).

Para evaluar los resultados hay que tener en cuenta que la motilidad espermática depende de la temperatura de la muestra, que debe ser de 37ºC, lo que se consigue utilizando una platina calentable donde se colocan también el porta y el cubre. Se coloca una gota grande de la muestra directamente en la platina y en unos segundos se aplica una gota entre porta y cubre y se observa a 200X al microscopio óptico en objetivo de campo claro. La valoración debe ser rápida antes de que se enfríe la muestra, a menos que se disponga de platina calentable incorporada al microscopio. Deben tenerse en cuenta al menos 5 ó 6 campos.

Algunas muestras que previamente estaban a 15ºC necesitan un estímulo adicional para reflejar completamente su motilidad real. Para minimizar ese porcentaje de espermatozoides que aunque viables se mantienen inmóviles por falta de estímulo, se utiliza una solución de cafeína (0.4 g cafeína, 2.9 g citrato sódico en 100 ml de agua destilada). Una gota de esta solución se mezcla en la platina con la muestra de semen antes de su evaluación. De esta forma distinguimos las muestras que realmente tienen baja motilidad de las que solo les faltaba estímulo para demostrarla.

La motilidad debe ser controlada en el semen recién recogido antes de mezclarlo con el diluyente para elaborar las dosis. Una vez mezclado debe evaluarse antes de introducir las dosis en la nevera de 15ºC y una vez más antes de utilizar la dosis para inseminación. De esta forma podremos controlar en qué paso del proceso de elaboración y conservación de las dosis ha podido haber fallos y asegurar que utilizamos una dosis seminal viable.

La valoración de la motilidad nos permite rechazar eyaculados de baja viabilidad. No se recomienda utilizar un eyaculado con <50% motilidad. Por otro lado, aunque la motilidad esté por encima del 50%, el nivel de viabilidad es aceptable pero no se puede hablar de una relación directa con la fertilidad del eyaculado, ya que esta depende de otros factores que también hay que tener en cuenta como la integridad de los acrosomas, el estado de la membrana plasmática y el porcentaje de morfoanomalías existente.

Nutrición del verraco

Las deficiencias proteicas o energéticas influyen en la producción de semen y líbido debido a la baja concentración plasmática del 17β-estradiol, deficiencias en lisina, metionina y triptófano que provocan tanto cambios histológicos como citológicos a nivel testicular afectando la espermatogénesis y la calidad espermática.

En cuanto a minerales, debemos prestar atención a una correcta relación entre calcio (Ca) y fósforo (P) (1,3- 1,5) para un buen desarrollo óseo y de aplomos. La carencia de fósforo origina debilidad muscular, rigidez de articulaciones y disminución de la fertilidad. El sodio (Na) también es un electrolito esencial. Normalmente con 0,3-0,5 % de sal en el pienso se satisfacen las necesidades de los verracos. Un exceso de cloro (Cl) afecta al equilibrio electrolítico, acidificando el medio; para evitar esto se recomienda el aporte de bicarbonato de sodio para reducir la acidez y problemas de calcificación ósea. El potasio (K) y magnesio (Mg) se encuentran generalmente en abundancia en todas las materias primas utilizadas.

El zinc (Zn) tiene un importante papel en la espermatogénesis, en el proceso de decondensación de la cromatina del espermatozoide, en el proceso de maduración de las células de Leydig, en la respuesta a la hormona luteinizante, y en la formación de esteroides. El selenio (Se) mantiene la integridad de las membranas de los espermatozoides y ejerce un efecto positivo sobre la motilidad de los mismos.

El magnesio (Mg) mejora la calidad del semen y el cobre (Cu) interviene activamente en la reproducción del verraco ya que forma parte de varias enzimas.

Las vitaminas son de gran importancia. La biotina actúa como cofactor en diversos procesos biológicos y previene lesiones en las pezuñas. La vitamina E actúa como antioxidante favoreciendo la integridad de las membranas espermáticas.

Aunque los cerdos tienen capacidad de sintetizarla, la vitamina C, actúa aumentando la síntesis de testosterona, regeneración de vitamina E, síntesis de carnitina y formación de cartílagos y huesos.
La vitamina D interviene en la calidad de los aplomos actuando en la osificación. La vitamina A actúa en la formación y mantenimiento del tejido epitelial y favorece una mejor líbido.
La colina, interviene en el desarrollo osteomuscular.

Los ácidos grasos poliinsaturados como el ácido linoleico, linolénico y araquidónico son importantes en la reproducción, al ser precursores de prostaglandinas y formar parte de los lípidos estructurales de las membranas de los espermatozoides.

La fibra en niveles de 6-7 % de una fibra poco lignificada como alfalfa, salvados, etc.; favorece evitando sobrepeso, facilita el transito intestinal, evita estreñimiento y aumenta la sensación de saciedad del verraco.

Un factor importante de mencionar es el agua. Siempre ha de ser de buena calidad, limpia y fresca, sobre todo en verano, ya que los verracos ingieren abundantes cantidades (15-40 l/día), dependiendo de su propio peso. El consumo depende también de la estación del año, tipo de pienso, estado sanitario, etc. El flujo normal del bebedero como mínimo debe ser de 1,5 l/minuto.

Con el promotor espermático SPZ+ de GVP, conseguimos garantizar, la aportación necesaria de vitaminas y minerales a los verracos, para que puedan mantener la espermatogénesis de forma adecuada. Igualmente, se notará una mejor líbido, menor número de formas anormales y en general, un mejor aspecto del verraco. La presentación del producto es en harina, en cubos de 3 Kg. con cuchara dosificadora de 10 gramos, y se deben administrar 10 gramos diarios sobre el propio pienso. De esta manera, nos obligamos a “visitar” a los verracos todos los días y observaremos cualquier alteración de las condiciones normales que deben tener.

Sistemas de envasado de las dosis seminales

En un laboratorio de inseminación artificial, uno de los puntos importantes a tener siempre en cuenta, es el tiempo de fabricación de las dosis seminales. En nuestro país, la gran mayoría de explotaciones, realizan un destete los jueves, por lo que gran parte de las cerdas destetadas, alcanzan el celo los primeros días de la semana. Esto hace que después del fin de semana, donde no suele trabajarse en el laboratorio de IA, sean los lunes el día en que un mayor número de dosis seminales hay que hacer.

Por ese motivo, es necesario que los verracos utilizados ese día, deban ser verracos con una calidad seminal conocida de antemano y por tanto, con una contrastación seminal rápida, consistente en la determinación de la motilidad y el porcentaje de formas anormales, junto con la concentración, podamos llevar a cabo la dilución y la fabricación de dosis seminales de forma rápida y eficaz.

Para ello, muchas empresas se apoyan en el envío de muestras seminales al laboratorio de GVP, de tal manera que todos los verracos son analizados de forma rutinaria cada tres meses y podemos tener identificados e incluso clasificados a todos los verracos de nuestro centro, por su calidad seminal, eligiendo los menos problemáticos para esos días de mayor estrés en el centro, como son los lunes.

Una vez contrastados los eyaculados y conocida la cantidad necesaria de diluyente que se debe añadir para obtener el número de dosis posible, según concentración y calidad espermática, pasamos al envasado de las dosis seminales.

Para ello, en los grandes centros de inseminación con un elevado número de dosis seminales a realizar al día, hay máquinas automáticas que facilitan el trabajo, para los diferentes sistemas de envasado, bien sea en tubo o blister. Creemos que son los laboratorios menores, los que hasta ahora tenían una menor oferta de productos que facilitasen el envasado, trabajando muchos de ellos con el sistema de pesada y la jarra graduada. Son estos centros los que más se pueden beneficiar de la nueva máquina de envasado automático distribuida por GVP y presentada en la última edición de la FIMA en Zaragoza.

El sistema Iberfilling 800, utiliza el sistema de blister, al comprobar que es el que menos volumen ocupa a la hora del almacenamiento. Es una máquina automática de llenado y envasado de dosis de semen. Tiene como base un tambor rotativo de alimentación que permite el aprovechamiento de todas las bolsas. El llenado es rápido, eficaz y preciso, debido al uso de una bomba peristáltica de alta velocidad, permitiendo una producción de 800 dosis /hora. El volumen de llenado de las dosis de semen es controlado a través de un panel de control. La aguja es insertada en el blister a través de un sistema neumático, que a su vez es responsable del llenado.

Se ha elegido un tamaño de blister con una capacidad máxima de 90 ml. A la hora de inseminar, los blíster con menor volumen, se utilizan sin problema y en el caso de utilizar el sistema de inseminación post-cervical de membrana, se enrollan desde su base, para poder inseminar con una mayor presión.

Con este sistema podremos producir un mayor número de dosis en menos tiempo, con un mejor control de llenado, mayor homogeneidad y control higiénico, aportando una mayor garantía de la calidad a las dosis producidas.

Diagnóstico de gestación por ecografía

La ecografía o ultrasonografía es una técnica médica que se utiliza como herramienta diagnóstica en la producción animal. Se basa en la emisión de ultrasonidos, y el procesamiento de imágenes en diferentes escalas de grises a partir de las ondas reflejadas por los tejidos corporales. Se trata de una técnica no invasiva, inocua para el técnico y que nos ofrece imágenes en tiempo real.

Actualmente, el ecógrafo se usa como método de elección para el diagnóstico de gestación. La recela del macho, que nos permite detectar las cerdas que retornan a celo, combinado con el uso de la ultrasonografía nos ofrece un alto grado de fiabilidad para la detección de cerdas vacías. Cabe destacar el abanico de posibilidades que ofrece el uso de los ultrasonidos para otros intereses a nivel de granja, especialmente con el uso de la ecografía transrectal que nos permite detecciones más precisas que la técnica abdominal.

Por lo general, sólo el transductor de 3,5 MHz puede penetrar con la profundidad suficiente para que este método sea práctico y fiable. El diagnóstico debe realizarse por un técnico entrenado en la técnica para minimizar el grado de error. Hay que tener en cuenta que cuanto más precoz es el diagnóstico de gestación, mayor es el grado de error. Se pueden afirmar positivas desde el día 23 de gestación, y con entrenamiento y habilidad en la técnica se pueden detectar desde los 19-20 días.

Las características que nos permiten valorar la calidad y rentabilidad de un ecógrafo para su uso en granja son:

- Equipo portátil ligero y volumen adecuado para un fácil manejo sin que suponga un lastre su uso prolongado.

- Material resistente, que evite su deterioro y problemas de golpes y caídas que puedan dañar al aparato.

- Frecuencia de la sonda, hace referencia al número de ciclos completos por unidad de tiempo. La frecuencia del ecógrafo se mide en megahercios (1MHz=1000ciclos/segundo). A mayor frecuencia menor alcance de las ondas y se pierde en resolución. Para diagnóstico de gestación se usan frecuencias cortas (3MHz) que permiten a las ondas penetrar a distancias más profundas para visualizar la matriz, perdiendo en resolución. Por el contrario, sondas de 5,0 y el 7,5 MHz implican una menor penetración en los tejidos, optimizando la resolución de la imagen obtenida. Por tanto, la elección de la sonda dependerá del objetivo de diagnóstico, tamaño de la estructura a analizar y profundidad del tejido.

- Posibilidad de trabajar con varias frecuencias, según los tejidos a investigar.

- Buena resolución y calidad de imagen. Resolución que permita identificar estructuras de tamaño reducido con un alto grado de definición. Dependerá de la calidad electrónica del transductor y de la unidad de pantalla.

- Precio económico que permita a cada granja tener su ecógrafo, sin comprometer la bioseguridad por la entrada de personas y material ajenos a nuestra granja.

- Fácil Limpieza.

- Sistema de sujeción (arné, cuerdas, guantes,…), que ante eventuales golpes eviten que el aparato caiga contra el suelo.

- Congelación y manipulación de imágenes.

- Posibilidad de tomar medidas obstétricas.

- Posibilidad de conectar a monitores externos, ordenadores e impresoras.

- Duración de la vida útil de la batería, y posesión de una batería alternativa.

En la línea de estas características, GVP ha apostado por un ecógrafo innovador en el mercado, como es el WED-M1 VET, que por su tamaño y peso nos permite un manejo fácil y la mayor comodidad en nuestro trabajo. Sonda sin cable, incorporada al monitor, evitando problemas de enganche. La misma sonda trabaja con 3 frecuencias de selección diferentes (2.5/3.5/5) para trabajar a distintas profundidades hasta un máximo de 16 mm.

Sonda multifrecuencia (2.5/3.5/5)	Resistente al agua
Alta calidad de imagen, con 256 escalas de grises	Pantalla TFT, color LCD
Congelación de imágenes	Batería de litio con autonomía de 3 horas
Toma de medidas obstétricas	4 tonos de pantalla a elegir
Dos tipos de scanner: modo B y M	Ajuste de contraste y brillo
Reducido tamaño (17,1 cm x 9,3 cm x 6,2 cm	Almacenamiento de 128 imágenes

Contaminación de las dosis seminales

Aunque la mayoría de microorganismos presentes en el semen son parte de la microflora normal, también existen bacterias oportunistas o patógenas potencialmente capaces de producir infecciones genitales en cerdas y disminuir la longevidad y capacidad fecundante del espermatozoide. Se considera una carga anormal cuando el recuento de bacterias por mililitro es superior a 1x10⁴ o cuando una bacteria específica logra sobrevivir en el semen. Son varios los puntos considerados como críticos y origen de contaminación y que a continuación analizaremos, desde la recolección del eyaculado hasta su utilización como dosis seminal:

RECOLECCIÓN

La contaminación obtenida tras la recogida del semen es consecuencia de la contaminación procedente de diferentes puntos:

El prepucio es probablemente la mayor fuente de contaminación debido a la microflora presente, restos fecales, orina o semen. Los pelos del prepucio deben ser cortados periódicamente. Previo a la recolección es determinante la limpieza y secado del prepucio, y el vaciado del saco prepucial con un guante diferente al que se utilice para la recolección. Por ello es recomendable la utilización de la “técnica del doble guante”.

Zona de recogida. Es recomendable realizar la extracción en un área de uso exclusivo, que debe mantenerse limpio y desinfectado para evitar la contaminación ambiental de la muestra. Debe establecerse un protocolo de limpieza y desinfección en el local que minimice el riesgo de contaminación durante la recolección, y que además debe abarcar otras fuentes de contaminación como son el inseminador, material de recolección y el prepucio. El área de recogida y potro deben ser desinfectados diariamente para extremar la higiene y evitar la contaminación del eyaculado. Semanalmente se procede a una limpieza y desinfección de suelo, paredes y potro más exhaustiva.

Método de recolección. Mantener el pene perpendicular al macho durante el proceso de recogida para minimizar la contaminación con fluidos prepuciales. La recolección debe limitarse a la fracción espermática o fracción rica. La ausencia de fracción preespermática y de tapioca reduce la carga bacteriana. Se debe trabajar con material desechable, o material reutilizable previa limpieza y esterilización.

Contaminación por personal. El personal debe manipular el semen con unas medidas correctas de higiene y según el protocolo sanitario establecido con el objetivo de minimizar la contaminación del semen.

ELABORACIÓN DE LAS DOSIS SEMINALES

Agua. Esutilizada como soporte del diluyente. Ausente de contaminación y debe ser analizada de coliformes trimestralmente. El sistema de purificación establecido debe ser chequeado con la misma periodicidad.

Material. Se debe trabajar con material desechable, o material reutilizable previa limpieza y esterilización. Se guardará en un lugar limpio y sin humedad de manera que se evite la contaminación hasta su uso.

Contaminación biológica en laboratorio. Suele ser, salvo excepciones, de carácter ambiental. Debe establecerse un protocolo de limpieza y desinfección para el laboratorio y material adyacente que minimice el riesgo de contaminación y garantice una correcta práctica de higiene. El laboratorio debe limpiarse y desinfectarse semanalmente según protocolo establecido.

Asimismo debe limpiarse diariamente, especialmente en zonas sensibles como encimeras, utilizando posteriormente con alcohol de 70º por tener un mayor poder desinfectante. El agua del baño maría debe cambiarse mínimo una vez por semana y es recomendable utilizar agua destilada, para evitar el depósito de sales.

Diluyente. La presencia de antibióticos no espermicidas en el diluyente permite controlar la contaminación del semen. Diferentes son los antibióticos a utilizar; su elección debe proteger de los diferentes agentes contaminantes que se pueden encontrar en el semen y más específicamente aquellos que afectan a la integridad del espermatozoide o con potencial patógeno. Actualmente está generalizado el uso de sulfato de gentamicina, aunque la aparición de resistencias nos obliga al uso alternativo de otros antibióticos o combinación de estos.

DOSIS ELABORADAS

El control de la contaminación de las dosis elaboradas nos constatará de la eficacia del antibiótico del diluyente, ante la presencia de metritis u otros problemas reproductivos o como componente del programa de evaluación de las dosis.

Temperaturas por encima de los 15ºC durante la conservación o el transporte dela dosis seminal potencia el crecimiento microbiano.

Periodo de conservación de las muestras. Cuando este periodo se prolonga en el tiempo más importancia tiene la eficacia antibiótica del diluyente utilizado.

Dentro de los servicios desarrollados por GVP, se encuentra el asesoramiento con los protocolos adecuados para el correcto manejo en la obtención del semen, contrastación seminal y elaboración de las dosis seminales, de manera que se asegure la máxima capacidad fecundante de las dosis seminales.

Análisis de la calidad seminal: revisión de la información obtenida en las diferentes pruebas de laboratorio utilizadas

El eyaculado es una población de células espermáticas de diferente calidad y la evaluación del eyaculado se realiza de forma global. Lo que obtenemos es la estimación del porcentaje de células que está en buen o mal estado según la prueba realizada.

A su vez, el espermatozoide tiene diferentes características que deben ser evaluadas para conocer el estado de todas sus funciones o de la mayor parte de ellas.

La motilidad es necesaria para el avance del esperma a lo largo del tracto reproductor de la hembra. El acrosoma es la estructura que contiene las enzimas necesarias para la penetración en el ovocito. La morfología normal nos indica que el espermatozoide ha llegado bien a su grado final de desarrollo y que no tiene ninguna anormalidad que le impida realizar la fecundación. Las pruebas de membrana (HOST corto, HPAR) muestran el estado estructural y la capacidad funcional de la membrana plasmática. El IF del ADN nos indica el índice o grado de fragmentación basal del ADN que portan los espermatozoides del eyaculado recién recogido.

Ahora bien, todas estas características son independientes aunque exista cierta relación entre ellas, de forma que el conocimiento de la motilidad no nos informa del estado de los acrosomas ni del grado de fragmentación del ADN del espermatozoide.

Por tanto, el análisis de motilidad NO basta para valorar la calidad seminal de forma completa. El estado de los acrosomas puede variar más ya que la membrana acrosómica es muy sensible a los cambios bruscos de temperatura. Así mismo, el IF del ADN NO está relacionado siempre con el resto de características seminales. Un espermatozoide con buena motilidad y un estado óptimo de los acrosomas puede contener ADN fragmentado.

Pruebas realizadas durante dos años con un total de 233 eyaculados nos lo confirman, como se puede constatar en las gráficas adjuntas, en las que observamos los tres casos posibles de coincidencia o discrepancia de la calidad seminal evaluada con la motilidad y el estado acrosómico y el IF del ADN. Una buena motilidad NO indica un buen estado de acrosomas ni del ADN y una mala motilidad NO indica un mal estado de los acrosomas ni del ADN.

Estos resultados nos indican que si queremos obtener una información fiable sobre la calidad seminal real de un eyaculado tenemos que realizar todas las pruebas a nuestro alcance que analicen todos los aspectos que caracterizan el estado y la función del espermatozoide.

En GVP contamos con la infraestructura y la capacidad técnica necesaria para llevar a cabo un análisis completo de la calidad seminal del eyaculado del verraco.

Verraco con buena calidad seminal y del IF ADN Verraco con mala calidad seminal y del IF ADN

Verraco con variaciones no coincidentes de la calidad seminal y del IF ADN

Sistemas de inseminación postcervical

En los últimos años ha podido observarse una mayor implantación de nuevas técnicas de inseminación en la producción porcina, como son los métodos postcervicales, en sustitución del sistema tradicional (inseminaciones cervicales) que depositan el semen en el cervix del útero de la cerda. El sistema postcervical permite depositar la dosis en el cuerpo del útero y supone nuevos cambios en la metodología de inseminación. En sistemas postcervicales es fundamental que la reproductora esté relajada para poder atravesar el cervix. Debe evitarse la presencia del macho en el momento de la inseminación y no es conveniente apresurar el proceso, se debe ser paciente. Asumido el manejo que implica la inseminación postcervical, las ventajas que nos ofrece frente a la inseminación clásica son: Disminución del reflujo seminal. Posibilidad de utilizar una menor concentración espermática. Menor volumen de la dosis. Mayor homogeneidad del producto final.

No obstante, hay que tener en cuenta que cuanto menor es el número de espermatozoides utilizado por dosis, mayor debe ser el control de la calidad seminal, ya que si en una dosis “normal” de 3.000 millones, podríamos aceptar un 10 % de formas anormales, en dosis menos concentradas, ese porcentaje de formas anormales debe ser menor, ya que, de lo contrario, el riesgo a tener peores resultados de fertilidad, es mayor.

Dentro de los sistemas de inseminación postcervicales, desde GVP, recomendamos la utilización del original y único sistema de inseminación postcervical de membrana a través del catéter “Absolute”. En comparación con una guía semirrígida que avanza por el útero, con la posibilidad de erosionar la mucosa e incluso provocar el sangrado, con el consiguiente perjuicio en el resultado de la inseminación, además de ser un sistema ineficaz en las cerdas nulíparas, el Absolute, atraviesa el cervix por medio de una membrana de látex, que se despliega con la presión ejercida por la dosis, sin producir lesión alguna en la mucosa.

De este modo, el “sistema Absolute” engloba todas las ventajas del sistema postcervical, evitando todo riesgo o trauma en el útero de la cerda. Asimismo, es aplicable tanto en multíparas como nulíparas o primalas, debido a su fácil uso y manejo, optimizando el tiempo empleado en la inseminación. Son tan evidentes las ventajas del sistema postcervical de membrana, que convierten el catéter Absolute en la inseminación uterina más natural.

Ventajas del sistema Absolute

Inseminación sin presencia de verraco.

Simple y fácil uso en nulíparas y multíparas.

Inseminación más rápida e higiénica. No contamina.

No hay posibilidad de lesionar a la cerda.

Menor porcentaje de cerdas sucias.

Optimización de la mano de obra.

UN minuto por inseminación.

Mayor prolificidad/cerda/año.

Máxima producción.

Todas estas ventajas y beneficios están apoyados en los datos productivos obtenidos por nuestros clientes. A continuación exponemos los resultados en diferentes granjas del centro de España, con un total de 6000 cerdas, comparando el uso del sistema Absolute, frente a la inseminación clásica en el cervix.

Con el uso de Absolute se consiguieron aumentos medios de 0,28 lechones/parto, de 1,9% en la tasa de concepción y una disminución del 1,85% en cuanto a retornos a celo.

Por tanto, los sistemas postcervicales de inseminación, son recomendables, siempre que se aumenten los controles de la calidad seminal y se acentúe la detección del celo. Entre estos sistemas, el de membrana Absolute, es el de mayor seguridad, mayor rapidez y con el que se pueden conseguir óptimos resultados de fertilidad y prolificidad, proporcionando un mayor ahorro de personal.

New Cell

Factores que influyen sobre la producción espermática

La producción y calidad de los espermatozoides de los verracos sexualmente maduros, depende

de numerosas factores, entre los que cabe destacar:

Estación.- Es la temperatura ambiental y el fotoperiodo los factores que más influyen sobre la producción espermática, siendo en otoño e invierno, unas mejores estaciones que las de primavera y verano.

Luz.- Los días largos (16 horas) perturban la producción espermática del verraco, en comparación con los días cortos (10 horas).

Se observa una disminución del número total de espermatozoides recogidos por eyaculado, de

su motilidad y poder fecundante ya que la luz induce la secreción de melatonina en la glándula pineal, la cual actúa por un lado sobre los melanóforos que se encargan de la coloración de la piel y por otro lado sobre los melanocitos que regulan la secreción de GnRH. La recomendación es de mantener a los verracos con un ritmo de 12 horas/luz/día, mejor que 16.

Temperatura.- La temperatura confort de los verracos ronda alrededor de los 18-20ºC con una

humedad relativa ambiente del 60-70% y la ventilación debe ser en torno a los 25 m3/h/cerdo, en

invierno y de 200 m3/h/cerdo en verano, si es dinámica y de 10-20 si es estática, dependiendo del porcentaje de superficie de ventanas respecto de la superficie del suelo.

Ambiente social.- Siempre es mejor el crecimiento en grupo que de forma aislada. Una vez

de adultos, se deben mantener separados pero con la existencia de un contacto con hembras,

principalmente a través del olfato y del oído.

Nutrición.- Como la nutrición y correcta alimentación, tiene una influencia muy significativa sobre

la líbido, la producción espermática y la calidad seminal, es recomendable el suministro de un pienso específico para los verracos.

Raza.- Existe una diferencia racial en cuanto al tamaño y desarrollo testicular y la capacidad de producción de espermatozoides. En general las razas Large White, Landrace y Duroc, producen mayor cantidad de semen por eyaculado y mayor número de células espermáticas.

Edad.- La producción espermática en los verracos está directamente relacionada con la edad.

Los verracos jóvenes, con menos de 8 meses, producen menor volumen, concentración y por tanto un menor número de dosis que los verracos adultos. Esta producción se va incrementando,

siendo mayor en verracos con más de 18 meses de edad.

Tamaño testicular.- Está relacionado a la edad del animal y a las variaciones estacionales,

como ocurre en el jabalí. En el verraco doméstico, existe una correlación entre el peso del testículo en la pubertad y la producción de espermatozoides y en el verraco adulto también se ha observado esta correlación entre el tamaño del testículo y la producción

espermática.

Nuevas técnicas de contrastación seminal

Para ello los espermatozoides necesitan haber alcanzado una serie de características:

· Morfología adecuada.

· Integridad de la membrana plasmática.

· Integridad del acrosoma.

· Capacidad de movimiento.

· Integridad del ADN.

De forma rutinaria, la evaluación de un eyaculado sólo abarca el control de la morfología y de la capacidad de movimiento. El estudio del porcentaje de motilidad nos indica el número de espermatozoides del eyaculado que en ese momento presentan intacta su capacidad de movimiento.

En muy contados casos se utiliza también el estudio del porcentaje de acrosomas normales para controlar el número de espermatozoides con el acrosoma intacto. Este parámetro es muy importante también para el control de la capacidad de conservación del semen.

Pero, con esta contrastación rutinaria dejamos varios aspectos sin controlar.

La integridad de membranas es un aspecto fundamental, ya que las funciones de la membrana plasmática son cruciales para la capacidad fecundante del espermatozoide.

En GVP somos conscientes de esto por lo que nuestro departamento de I+D ha desarrollado técnicas sencillas para evaluar la integridad de las membranas como el HOST corto (HOSTc) y el HPAR y algo más complejas como el test sHV.

El HOSTc consiste en someter al espermatozoide a un test hipoosmótico a

37ºC para chequear la resistencia de las membranas y su capacidad de intercambio de líquidos. Es una modificación del test HOST diseñado para semen

humano. En varios estudios realizados en GVP el HOSTc presentó correlación significativa con los resultados de fertilidad in vivo.

El HPAR es la cuantificación de la subpoblación de espermatozoides HOSTc positivos que conservan el acrosoma resistente después del choque hipoosmótico y térmico. Este parámetro es también de interés en el estudio de la duración del semen en conservación.

El test sHV combina las características observadas en el HOSTc con el uso de fluorocromos para estudiar al mismo tiempo la vitalidad celular. Así obtenemos datos, entre otros, de la subpoblación de espermatozoides HOSTc positivos con el acrosoma intacto y vivos, la cual, hemos observado que presenta diferencias entre verracos, lo que resulta de gran interés en la evaluación de los eyaculados.

Consideramos que el estudio de la integridad del ADN espermático es importante para completar la información obtenida en la contrastación del eyaculado. Para ello utilizamos la técnica SDC (Sperm Chromatin Dispersion test, kit Halomax). Con esta técnica se provoca la dispersión del ADN fragmentado en una matriz de agar, formando un halo alrededor de la cabeza del espermatozoide, que luego se tiñe para facilitar su visualización y contaje.

En nuestros estudios, un 15 % de los eyaculados presentó un índice de fragmentación del ADN mayor al 5 %. Además,los resultados de esta prueba presentaron correlación con el porcentaje de gotas proximales, es decir, con el grado de maduración del espermatozoide.

Los resultados obtenidos en nuestros estudios justifican el uso más frecuente de estas técnicas para controlar mejor la calidad seminal de los eyaculados utilizados en inseminación artificial, permitiendo la clasificación de los verracos por su calidad seminal de tal forma que sean los mejores los que se conserven más tiempo y los que se envíen desde los CIA a los lugares más lejanos o con las condiciones meteorológicas más adversas, puesto que serán los que mejor aguanten.

Actualmente nosotros utilizamos estas pruebas para el control de la calidad de los eyaculados que van a ser conservados mediante congelación, ya que se necesita una selección previa para garantizar los mejores resultados en la calidad del semen descongelado.

Host corto - Hpar sCD sHV

Utilidad de las feromonas sintéticas en la producción porcina

Las dificultades que se pueden presentar en la detección del celo, especialmente en cerditas nulíparas, pueden ser minimizadas, mediante una estimulación apropiadadel ciclo reproductivo.

Un estímulo previo a la inseminación o al servicio, requiere un alto número de verracos en la granja. El manejo sin estímulo sexual, da lugar a una detección de celo menos exacta, una pobre manifestación y una eficacia reproductiva más baja.

Con la aplicación de feromonas sintéticas, podemos obtener ventajas, en cuanto a la detección del estro se refiere, o bien durante la inseminación, así como en la preparación de las futuras reproductoras.

El uso de feromonas de verracos, puede ser muy efectivo para sincronizar el primer celo, tan pronto como la cerda pueda ser manejada, ya que optimiza la respuesta a la exposición de los machos.

La investigación muestra que se puede estimular el primer celo de las nulíparas, 20 días antes, si

han sido expuestas a feromonas de verraco, comparándolas con cerdas aisladas.

Actualmente, está demostrado que las 16-androstenona, están implicadas en la estimulación de la pubertad, con un comienzo del estro temprano, ya que producen una interacción hormonal en cerdas nulíparas sexualmente maduras y en cerdas adultas, por acelerar la ciclicidad

después del destete.

Las hembras que alcanzan la pubertad en edades más tempranas a través de la exposición al olor de un macho maduro -feromonas- tienen tasas de ovulación más altas, con un mayor potencial reproductivo,comparado con las hembras que no fueron expuestas a este olor.

El comportamiento agresivo, peleas entre cerditas reagrupadas y el estrés, han sido reducidos, utilizando una sola aplicación de tan solo 0.5 microgramos. La utilización de feromonas sintéticamente diseñadas, es una alternativa para desencadenar un estímulo positivo durante el momento de inseminación, reduciendo la duración de la misma, así como también las pérdidas

de semen, ocurridas durante este proceso y facilitando el transporte del semen a través de los cuernos uterinos.

Podemos señalar también, que es una práctica común, la combinación de recelas entre verracos y feromonas sintéticas, utilizando el primero por la mañana y las segundas por la tarde, con lo cual, se disminuye la frecuencia de introducción de los verracos a los parques de recela, lo que permite ahorrar tiempo y mano de obra al realizar la detección de celo, haciéndose evidente los fines de semana y festivos.

Servistim ha sido formulado para preparar y transmitir el comportamiento de la cerda e introducir

una secuencia de comportamientos que culminan en el reflejo de inmovilidad del celo y una óptima respuesta a la cubrición y a la inseminación.

Control de la contaminación en semen de verraco

El eyaculado de los verracos que va a ser utilizado en inseminación artificial pasa desde su origen en el testículo (espermatozoides) y glándulas accesorias (plasma seminal) por varios ambientes hasta que es introducido en el tracto genital de la hembra. Desde el epidídimo, pasando por la uretra que contacta con el saco prepucial, las manos del inseminador, la gasa y el vaso de recogida o la bolsa de plástico, el material para preparar la dilución, las botellas o bolsas en las que se preparan las dosis de inseminación, el medio de conservación (diluyente y agua destilada), así como el aire que se pone en contacto con el semen, todas estas etapas o estaciones suponen un riesgo de contaminación para el eyaculado.

Las consecuencias que se derivan de la contaminación del eyaculado pasan por una mala conservación del semen con la producción de aglutinaciones, daño excesivo de los acrosomas, baja motilidad y muerte de espermatozoides con la consiguiente pérdida de dosis seminales. Por otro lado se facilita la diseminación de infecciones específicas o inespecíficas al utilizar las dosis contaminadas que originarán descargas vulvares, retraso de salida a celo, fallos en la implantación de los embriones y en los peores casos metritis , endometritis, cistitis o pielonefritis.

Que se produzcan o no estos efectos depende del tipo de bacteria predominante y de la carga bacteriana presente en el eyaculado (Unidades Formadoras de Colonias o UFC/ml de semen) que puede llegar a ser mayor de 10^{8 UFC/ml.}

El efecto espermicida de las bacterias parece que se produce de forma directa ya que algunas bacterias se han encontrado adheridas a la superficie del espermatozoide, lo que favorece por un lado la aglutinación y por otro el daño producido a la membrana plasmática. Por otro lado, debido al metabolismo bacteriano se produce una acidificación del pH del medio de conservación que resulta perjudicial para los espermatozoides.

Todas estas razones hacen que el control de la contaminación bacteriana en el eyaculado tenga un papel fundamental dentro de la rutina de la técnica de inseminación artificial.

Los tipos de bacterias presentes en el eyaculado antes de ser diluido varían mucho según los trabajos consultados, ya que la contaminación presente en el ambiente en el que se alojan los cerdos varía de una granja a otra, y también debido a los diferentes medios de cultivo utilizados en los ensayos. Tomando muestras de semen de diferentes zonas del tracto reproductor se comprobó que el saco prepucial era la que más contribuía a la contaminación del eyaculado. Esta estructura anatómica es bacteriológicamente estéril al nacimiento y va siendo colonizada a lo largo de la vida del cerdo.

Las bacterias más frecuentes en el eyaculado del verraco son: Micrococcus, Staphylococcus (epidermidis y aureus), Pseudomona aeruginosa, Proteus vulgaris, Enterobacter, Corynebacterium (pyogenes, suis), Bacillus subtilis, Escherichia coli, Streptococcus fecalis, Citrobacter. En otros trabajos además de estas bacterias se han encontrado bacterias de los géneros Klebsiella, Serratia, Alcalígenes, Bordetella y Brucella.

Muchas de estas bacterias provienen de la contaminación de la zona del prepucio por restos fecales (Enterobacter, E.coli, Streptococcus fecalis). Otras como el Corynebacterium colonizan el saco prepucial desde edades tempranas y permanecen allí hasta la edad adulta. Otras como Serratia, Pseudomona, Citrobacter y Flavobacterium provienen de la contaminación ambiental.

Algunas de estas bacterias son potencialmente patógenas para la cerda en caso de contaminación con un eyaculado que contenga una carga bacteriana elevada. Así se pueden producir cistitis y pielonefritis por Corynebacterium, endometritis por E.coli o Streptococcus, brucelosis por Brucellas. En cualquier caso parece que cuando la contaminación bacteriana global del eyaculado alcanza niveles elevados, iguales o superiores a 105 UFC/ml de esperma se observa un aumento de la frecuencia de retornos a celo. Se considera que la carga bacteriana es anormal a partir de las 104 UFC/ml o cuando una bacteria específica logra sobrevivir en el semen.

En cuanto al semen diluido, este presentará el mismo tipo de contaminación bacteriana que aparece en el semen fresco, aunque menor carga bacteriana debido a la dilución, y además, la contaminación que proviene del manejo del eyaculado desde la recogida hasta la preparación de las dosis de inseminación.

Posteriormente, aunque la conservación de la dosis a 15ºC ralentiza el crecimiento de las bacterias, se observa que, según la carga bacteriana de la dosis, esta experimenta una reducción en el tiempo de conservación y una disminución en el número de espermatozoides potencialmente fecundantes.

La contaminación bacteriana que se añade durante el manejo en el laboratorio suele ser normalmente de origen ambiental (Citrobacter, Pseudomonas, Flavobacterium, Rhodotorula). El aislamiento de otras bacterias de origen fecal como E.coli en esta fase, supone la existencia de graves deficiencias higiénico-sanitarias durante la preparación de las dosis.

Las estrategias de control de la contaminación bacteriana en el semen de verraco pasan por la identificación de los puntos críticos del proceso en los que aparece el riesgo de contaminación. Estos puntos son la recogida de semen, la dilución y la preparación de las dosis y las medidas de control que deberían aplicarse en estos puntos son las siguientes.

Recogida de semen

• Animales: limpieza periódica, mantener corto el pelo que rodea el prepucio.

• Verraqueras: aislamiento sólido a nivel del suelo entre alojamientos para evitar contaminación cruzada entre verracos, limpieza y desinfección periódica de verraqueras ya que se ha comprobado como verracos nuevos desarrollan la infección por Corynebacterium suis del divertículo prepucial de verracos alojados anteriormente en el mismo lugar. La limpieza debe eliminar primero los residuos orgánicos y tratar posteriormente con un desinfectante comercial de amplio espectro, activo a cualquier temperatura, no volátil, penetrante y utilizado a la dilución recomendada.

• Recogida: vaciamiento por presión del saco prepucial, limpieza y secado del prepucio con guante, recogida del semen con otro guante, desechar las fracciones pre y post-espermáticas, utilizar material de recogida limpio y seco o desechable.

Dilución y preparación de dosis

• Material de vidrio limpio, esterilizado y seco o material desechable. Se guardará en un lugar limpio y sin humedad de forma que se evite la contaminación hasta su uso.

• Agua destilada no contaminada mediante el cambio periódico de filtros, paso por luz UV, tiempo corto de almacenamiento y a baja temperatura. Lo mejor es utilizarla lo más fresca posible.

• Diluyente de buena calidad cuyo proceso de fabricación garantice un control estricto de la contaminación y con un contenido en antibiótico eficaz contra la flora bacteriana presente en el semen. El contenido de los envases debe ser utilizado de forma íntegra y de una sola vez.

• El laboratorio debe mantenerse limpio, el personal debe utilizar ropa específica para el laboratorio y evitar la entrada de personal de la granja con ropa y botas sucias.

• Estufa de 15ºC en la que se introducirá un termómetro de máxima y mínima para controlar su funcionamiento, ya que si la temperatura de conservación aumenta también lo hará la contaminación.

Para verificar que las medidas de control se realizan de forma adecuada se deben hacer cultivos periódicos de las dosis seminales así como cultivos de muestras de distintas zonas del laboratorio, del material y del agua destilada.

Todas estas medidas son de tipo preventivo y tienen gran importancia ya que se ha comprobado que la contaminación bacteriana de un eyaculado recogido sin las medidas higiénicas antes descritas puede superar en más de 10 veces la contaminación observada cuando se siguen dichas medidas.

Por último y como medida paliativa, contamos con la presencia del antibiótico contenido en el diluyente. En el uso de antibióticos lo correcto sería realizar un estudio de la flora bacteriana presente en cada granja y de la sensibilidad a diferentes antibióticos para utilizar el que fuera más efectivo en cada caso. Como esto es muy costoso se tiende a utilizar antibióticos de amplio espectro. Los primeros antibióticos utilizados en diluyentes de semen , penicilina y estreptomicina, ya fueron sustituidos a causa de la aparición de resistencias bacterianas. El mismo camino lleva el sulfato de gentamicina, que también fue masivamente utilizado y del que ya se han comprobado resistencias por parte de la mayoría de las bacterias presentes en el eyaculado. Otros antibióticos utilizados posteriormente son la lincomicina y la espectinomicina en asociación, el ceftiofur y la enrofloxacina, que aunque actualmente controlan de forma efectiva la contaminación, es lógico pensar que en un futuro sufrirán una pérdida de eficacia debido al desarrollo de resistencias bacterianas. Este hecho obliga a realizar una investigación constante acerca de nuevos antibióticos que sean compatibles con la viabilidad del semen y que ofrezcan una cobertura amplia contra el mayor número de bacterias presentes en el eyaculado. Pero sobre todo nos obliga a mantener un control preventivo constante que mantenga la contaminación a niveles mínimos con las medidas de higiene antes descritas.

2001. Pérez Llano B., Sánchez Sánchez R., Yenes García P. García Casado P. Ediporc 38:74-79.

Bibliografía

- Althouse GC, Kuster C, Clark SG. Contaminant growth of spermicidal bacteria in extended porcine semen. 1988. Proc. of the 15th IPVS Congress, Birmingham. Abstr.37.

- Althouse GC, Kuster CE, Clark SG, Weisiger RM. Field investigations of bacterial contaminants and their effects on extended porcine semen. 2000. Theriogenology 53:1167-1176.

- Dagnall GCR. An investigation of the bacterial flora of the preputial diverticilum and of the semen of boars. 1986 Tesis Doctoral pg. 1-264.

- Lleonart F. Práctica del uso de desinfectantes. 1999. Ediporc Junio: 29-34.

- Madec F. La contaminación del semen de verraco. 1999. Albeitar 24:6-8.

- Muirehead MR. Vulvar discharges and endometritis in sows. A new technique for control and prevention. 1988. Proc. of the 15th IPVS Congress, Birmingham,. Abstr.228.

- Pérez Llano B, Sánchez Sánchez R, García Casado P. Análisis de riesgos e identificación y control de puntos críticos en el laboratorio de inseminación artificial.1998. Albeitar 14:8-9.

- Sone M. Effects of variour antibiotics on the control of bacteria in boar semen. 1982. The Veterinary Record 111:11-14.